El trasplante de pulmón (TP) es una alternativa terapéutica para algunas enfermedades respiratorias terminales. Actualmente está indicado en el enfisema pulmonar avanzado, la fibrosis quística, la enfermedad intersticial difusa y la hipertensión pulmonar. La técnica más utilizada es el doble trasplante de pulmón, seguido por la de uno solo. La importancia de mejorar ciertos aspectos tales como la preservación, el tiempo de isquemia, la lesión de isquemia reperfusión (LIR), el rechazo agudo (RA) y crónico (RC) hacen necesario el desarrollo de modelos adecuados de TP experimental1.

Al principio el modelo experimental preferido era el perro2,3, aunque los problemas éticos y económicos hicieron que los investigadores buscaran modelos alternativos, como el conejo4 y las ratas. En 1971, Asimacopoulos5 inició el TP experimental en ratas, y en 1982 Wildevuur6 completó la técnica con éxito, aunque con dificultades para realizar las anastomosis vasculares y bronquiales con suturas.

La complejidad de la técnica microquirúrgica en ratas mejoró en 1989 con la técnica inicial descrita por Mizuta7. Fue la primera vez que los manguitos o cuff de teflón fueron utilizados para realizar las anastomosis. Para su creación se usaron catéteres intravenosos de polietileno cortados en cilindros de 2mm. Inicialmente Mizuta realizó las anastomosis vasculares en el receptor con cuff, mientras que la anastomosis bronquial fue hecha con sutura. Posteriomente, Mizuta8 y Reis9 describieron la realización de todas las anastomosis con cuff. Esta modificación de la técnica redujo significativamente la duración del procedimiento y la mortalidad postoperatoria, lo que permitió introducir un nuevo modelo de estudio del TP y sus complicaciones.

Desde entonces, algunos autores10,11 han descrito modificaciones de la técnica quirúrgica para estudiar diferentes aspectos del TP y mejorar las condiciones experimentales sin incluir aspectos importantes relacionados con el TP clínico como la muerte cerebral (MC), la perfusión retrógrada en el donante o el inicio del tiempo de isquemia en estos modelos.

En nuestro estudio presentamos un nuevo protocolo anestésico y algunas modificaciones en la técnica de preservación e implante pulmonar en ratas con el propósito de reproducir lo que se hace actualmente en la clínica humana, con el objetivo de reducir las posibles variables de la técnica quirúrgica en el momento de interpretar y extrapolar los resultados.

El tiempo quirúrgico medio fue de 48,5±2,0min para la extracción y de 59,2±4,2 para el implante. El tiempo medio para el procedimiento completo fue de 107±6,2min.

No se observaron infecciones postoperatorias. Cuatro de los animales receptores —dos del grupo de 7 días y dos del grupo de 90 días— presentaron taquipnea y hemoptisis debido a edema severo y murieron antes de las 48h. Un animal presentó taquipnea durante las primeras 24h. Los otros animales no presentaron problemas clínicos, y el índice de supervivencia fue del 80% (tabla 1).

En el estudio histológico se observaron signos de LIR a los 7 días en todos los pulmones trasplantados (n=8): leve (n=5), moderada (n=2) y severa (n=1), y signos de RA en 6 animales (A1=3 y A2=3). A los 90 días se observó en todos los animales (n=8) un muñón de pulmón fibrótico y microscópicamente se apreció dilatación bronquial con áreas de vasculitis y fibrosis acompañada de un RA severo (A4), que indican la presencia de un RC activo. No se observaron cambios histológicos en el pulmón no trasplantado. La inspección de los cuffs mostró en todos los animales una adecuada luz bronquial y vascular sin signos de estenosis o trombosis.

La radiografía de tórax mostró una adecuada expansión pulmonar con un incremento en la densidad del pulmón trasplantado en relación con la presencia de LIR a los 7 días y de RC a los 90 días. Un animal presentó un ligero neumotórax izquierdo y otro uno contralateral inmediatos a la cirugía, sin repercusiones clínicas.

El TP continúa siendo un desafío para los pacientes y los equipos médicos de trasplante, con importantes áreas para la investigación básica y clínica. Para afrontar estos retos, el Instituto Nacional Americano del Corazón, Pulmón y Sangre14 (NHLBI) recomienda considerar los siguientes puntos: a) identificar biomarcadores esenciales, basados en estudios proteómicos y genómicos que puedan predecir la presencia del RC, b) desarrollar modelos animales relevantes que reproduzcan mejor las enfermedad humana, para investigar la patogénesis de la lesión pulmonar después del trasplante, y c) respaldar y promover la investigación a lo largo de toda la gama de disfunción del injerto, incluido el RC.

En este sentido, siguiendo las recomendaciones del NHLBI, el modelo experimental que hemos desarrollado en este estudio se basa en los descritos previamente con técnicas de cuff7–9 con modificaciones en las técnicas de preservación e implante como la inducción a la MC, control en el tiempo de isquemia y perfusión retrógrada en el donante y reperfusión secuencial controlada en el pulmón del receptor, además de una mejora en el porcentaje de supervivencia del 80% frente a otros modelos de trasplante de pulmón en rata11. Este es un intento de desarrollar modelos animales que reflejen lo que sucede en las enfermedades humanas según las recomendaciones internacionales antes mencionadas.

Los órganos utilizados para trasplante son, principalmente, derivados de donantes en MC15. La mayoría de los donantes sufren un daño considerable en el sistema nervioso central debido a hemorragia subaracnoidea o lesión cerebral traumática, antes de ser declarados en MC16. La MC induce alteraciones autonómicas, hemodinámicas y del estado neurohormonal del donante17,18 que pueden inducir un edema pulmonar y hemorragia intraalveolar y que deben ser tenidas en cuenta en los modelos experimentales de TP para simular una modelo más real.

Se han descrito diferentes modelos animales que valoran los efectos causados en los órganos donantes por la MC de inicio rápido y de inicio lento13,16,18,19 usados en estudios de trasplante de riñón20, de hígado21 y muy escasamente en el TP22 (tabla 2). En nuestro caso, hemos usado el modelo de MC de inicio lento, con incremento gradual de la presión intracraneal para reducir la inestabilidad hemodinámica del donante13 y el subsecuente grado de edema pulmonar, que en el caso de las ratas se agrava por labilidad de la permeabilidad vascular pulmonar. De hecho, en las ratas donantes en MC se produce un edema pulmonar severo con frecuencia tras más de 2h desde la inducción de la MC; esta es la razón de que realicemos el TP con 2h de tiempo de isquemia22.

En nuestro modelo, la intubación orotraqueal con Abbocath® 14 G minimiza la pérdida peritraqueal de aire y asegura una mejor ventilación de la rata durante la cirugía, ya que no existen tubos endotraqueales para ratas. La extracción del pulmón donante mediante una esternotomía media9,23, a diferencia de Mizuta7, facilita la extracción de los órganos torácicos y minimiza las posibles lesiones en estos. Similar al trasplante en humanos, el clampaje de la aorta permitió el control preciso de la duración de la isquemia, el cual no es controlado en otros modelos propuestos7,9. Esto también actúa como un factor mecánico que favorece el paro cardíaco, similar a lo que ocurre en la clínica humana. En nuestro modelo, como en el de Reis9, preferimos cuff de 16G para minimizar el riesgo de desgarrar las estructuras hiliares, especialmente la vena pulmonar. La reperfusión y la permeabilidad han demostrado ser buenas, por lo que los consideramos adecuados para animales de entre 300 y 400g.

Una parte importante del proceso de extracción en humanos es la preservación anterógrada y retrógrada del órgano. Durante la extracción, el volumen y la velocidad del flujo deben garantizar una perfusión homogénea del pulmón por ambas vías. Esto debe ser llevado a cabo con los pulmones ventilados para evitar zonas de atelectasias y de mala perfusión24. En nuestro modelo conseguimos una óptima perfusión con un Abbocath® de 16G usando solución fría de dextrano bajo en potasio, que actualmente es el más usado en la clínica. La introducción de la perfusión retrógrada, que no ha sido descrita en otros modelos en ratas, es importante, pues la anterógrada ha demostrado ser incompleta, ya que obvia la circulación bronquial25. La preservación retrógrada puede realizarse con seguridad con una presión y volumen más bajos que los usados en la perfusión anterógrada, debido a la labilidad vascular pulmonar de este tipo de animales. Esto permite que nuestro modelo se asemeje más a lo que sucede en la clínica (tabla 3).

En nuestro caso, la extracción del bloque cardiopulmonar es similar a la que se realiza en humanos, a diferencia de lo descrito en otros modelos experimentales donde se extrae solo el pulmón izquierdo, lo que nos permite mantener la ventilación del pulmón con FiO2 de 0,21 y una PEEP de 2cmH2O24,26 hasta la ligadura de la tráquea y extraer ambos pulmones semiinsuflados al 50% de la capacidad total, lo que se consigue con una presión de aire de 12-15cm de agua. La disección del hilio izquierdo con un microscopio permite minimizar los riesgos de lesión vascular y facilita que los vasos y el bronquio se corten lo más largos posible para la colocación de los cuff y el posterior implante. El pinzado del bronquio principal izquierdo antes de su sección a nivel de la carina permite mantener el pulmón ventilado durante su almacenamiento previamente al implante27.

El protocolo anestésico, sobre todo en el receptor, permite despertar al animal en cualquier momento sin que sea necesario que se metabolice el anestésico, o añadir dosis extra o tener que usar anestésicos inhalatorios. Los efectos de la medetomidina pueden fácilmente revertirse con su antagonista, el atipamezol28. En nuestro caso, la asociamos con la ketamina para conseguir las adecuadas sedación, relajación e hipnosis. Además, la administración de atropina disminuye las secreciones del árbol bronquial y tiene efectos paliativos de los efectos secundarios debidos a la medetomidina29. Por efecto de los anestésicos puede aparecer hipotermia, que se controla con una manta eléctrica bajo el animal; si no se corrige, puede provocar su fallecimiento. La administración de estos tres fármacos ha constituido en nuestra experiencia un rápido, eficiente y seguro protocolo anestésico para el TP en estos animales.

El abordaje de la cavidad torácica por el cuarto espacio intercostal en el receptor —a diferencia de otros autores, que usan el quinto espacio intercostal9— nos permite una mejor manipulación del hilio pulmonar para su disección. Además, la sección de los vasos pulmonares y del bronquio principal lo más lejos posible del corazón y en su cara anterior7, sin seccionar por completo la estructura, facilita mucho las anastomosis, de la misma forma que usar ligaduras largas detrás de los miroclamps facilita la introducción del cuff y el cierre de la anastomosis, a diferencia de lo descrito por Reis9.

La reperfusión secuencial controlada24,30 es un paso crítico en el trasplante humano, no descrita en otros modelos experimentales propuestos. En nuestro modelo realizamos una reperfusión anterógrada con el pulmón ventilado que permite una distribución homogénea del flujo sanguíneo del pulmón con salida de la solución de preservación a través de la vena, de forma similar a lo que ocurre durante el trasplante en la clínica. Además, se evita la entrada de cantidades masivas de solución de preservación dentro del flujo venoso vascular con un aumento de la presión capilar pulmonar y un subsiguiente edema pulmonar no relacionado con LIR, el cual puede causar artefactos en los resultados (tabla 4).

Para finalizar concluimos que, con estas modificaciones descritas, la técnica de TP con cuffs en ratas se aproxima más a lo que ocurre en la clínica humana. Ello podría facilitar la interpretación y la extrapolación clínica de los resultados obtenidos al trabajar con estos modelos experimentales tan necesarios en la investigación del TP.

Este proyecto ha sido financiado por el Fondo de Investigación Sanitaria Español (FIS 07/01145) y por la Fundación MM de Madrid. El Dr.Norberto Santana Rodríguez (INT 07/172) y el Dr. Bernardino Clavo (INT 07/030) han estado bajo el Programa de Intensificación de la Investigación (I3SNS) del Instituto de Salud Carlos III. Este trabajo ha servido de base y continúa gracias a una beca del Instituto de Salud Carlos III: FIS PI 10/01485.